bigpo.ru
добавить свой файл
  1 2 3 ... 5 6

Список литературы

Сергеев Ю.В., Шпигель Б.И., Сергеев А.Ю., 2003. Фармакотерапия микозов. М., «Медицина для всех», стр. 55-69, 82-90.

Austwick P.K., Keymer I.F., 1981. Fungi and actinomycetes. In Cooper J.E., Jackson O.F. (eds.). Diseases of the Reptilia. vol.1, Academic Press, New York, pp.193-231.

Cabanes F.J., Alonso J.M., Castella G., Alegre F., Domingo M., Pont S., 1997. Cutaneous hyalohyphomycosis caused by Fusariun solani in a loggerhead sea turtle (Caretta caretta). J.Clin.Microbiol., vol.35, №12, pp.3343-3345.

Divers S.J., 1998. Empirical doses of antimicrobial drugs commonly used in reptiles. Exotic DVM Vet. Mag., vol. 23, pp.13-23

Dungworth D.L., 1993. The respiratory system. In Pathology of domestic animals, 4-th ed., vol.2, Academic Press, London, pp.539-699.

Frelier P.F., Sigler R.L., Nelson P.E., 1985. Mycotic pneumonia caused by Fusarium moniliformis in an alligator. Sabouraudia, vol.23, №6, pp.399-402.

Frye F.L., 1994. Reptile clinician’s handbook. Krieger Publishing Co., Malabar, FL.

Gamble K.C., Alvarado T.P., Bennett C.L., 1997. Itraconazole plasma and tissue concentrations in the spiny lizard (Sceloporus sp.) following once-daily dosing. J. Zoo Wildl. Med., vol. 28, pp. 89-93.

Heard D.J., Cantor G.H., Jacobson E.R., Purich B., Ajello L., Padhye A.A., 1986. Hyalohyphomycosis caused by Paecilomyces lilacinus in an Aldabra tortoise. JAVMA, vol. 189, pp.1143-1145.

Holz P.H., Scolombe R., 2000. Systemic Fusarium infection in two snakes, carpet python, Morelia spilotes variegate and red-bellied black snake, Pseudechis porphyriacus. JHMS, vol. 10, pp. 18-20.

Jacobson E.R., 1980, Necrotizing mycotic dermatitis in snakes: clinical and pathologic features. JAVMA, vol. 177, №9, pp.8-41.

Jacobson E.R., 1993. Antimicrobial drug use in reptiles, in Prescoti J.F., Baggot J.D. (eds). Antimicrobial therapy in veterinary medicine. Iowa State University Press. Ames, pp. 543-552.

Jacobson E.R., Cheatwood J.L., Maxwell L.K., 2000. Mycotic diseases of reptiles. Semin Avian Exot.Pet.Med., vol.9, pp. 94-101.

Jenkins J.R., 1991. A formulary for reptile and amphibian medicine. Proc. 4-th Avian / Exotic Anim. Med. Symposium, University of California, Davis, pp. 24-27.

Johnson D.H., 2004. An emerging dermatomycosis and systemic mycosis syndrome in bearded dragons (Pogona vitticeps): two case reports of “Yellow Fungus Disease”. Proc. ARAV, pp. 26-28.

Maslen M., Whitehead J., Forsyth W.M., McCracken H., Hocking A.D., 1988. Systemic mycotic disease of captive crocodile hatchling (Crocodylus porosus) caused by Paecilomyces lilacinus. J. Med.Vet.Mycol., vol.26, pp. 219-225.

Migaki G., Jacobson E.R., Casey H.W., 1984. Fungal diseases in reptiles, in Hoff G.L., Frye F.L., Jacobson E.R. Diseases of amphibians and reptiles. Plenum Press, London, New York, pp. 183-204.

Nichols D.K., Weyant R.S., Lamirande B.S., Sigler L., Mason R.T., 1999. Fatal mycotic dermatitis in captive brown tree snakes Boiga irregularis. J. Zoo Wildl. Med., vol.30, pp.111-118.

Page C.D., Mautino M., Derendorf H., 1991. Multiple-dose pharmacokinetics of ketoconazole administered orally to gopher tortoises (Gopherus polyphemus). J. Zoo Eildl. Med., vol. 22, pp. 191-198.

Pare J.A., Sigler L., Hunter D., Smith D., Machin K., 1997. Cutaneous mycoses in chameleons caused by the Chrysosporium anamorph of Nannizziopsis vriesii. J. Zoo Wildl. Med., vol. 28, pp. 443-453.

Pare J.A., Sigler l., Rypien K., Gibas C., 2003. Cutaneous mycobiota of captive squamate reptiles with notes on the scarcity of the Chrysosporium anamorph of Nannizziopsis vriesii. JHMS, vol. 13, No. 4, pp. 10-15.

Reidarson T.H., McBain J.F., Dalton L.M., Rinaldi M.G., 1999. Diagnosis and treatment of fungal infections in marine mammals. In Fowler M.E., Miller R.E. (eds.). Zoo and wild animal medicine. Current therapy 4. WB Saunders Co., Philadelphia, pp. 478-485.

Rose F.L., Koke J., Koehn R., 2001. Identification of the etiological agent for necrotizing scute disease in the Texas tortoise. J. Wildl. Dis., vol. 37, pp. 223-228.

Rossi J.V., 1995. Practical reptile dermatology. Proc. NAVC, pp. 648-649.

Schildger B.J., Frank H., Gobel T.H., Weiss R., 1991. Mycotic infections of the integument and inner organs in reptiles. Herpethopathologia, vol.2, pp. 81-97.

Stein G., 1996. Reptile and amphibian formulary, in Mader D.R. (ed). Reptile medicine and surgery. W.B. Saunders Co., Philadelphia, pp. 465-472.

Stoskopf M.K., 1993. Fungal and algal diseases of sharks. In Stoskopf M.K. (ed.). Fish medicine. WB Saunders Co., Philadelphia, pp.776-780.

Thomas A.D., Sigler L., Peucker S., Norton J., Nielan A., 2002. Nannizziopsis vriesii-like fungus associated with fatal cutaneous mycosis in the salt-water crocodile (Crocodylus porosus). Med. Mycol., vol. 40, pp. 143-151.

Vissiennon T., Schuppel K., Ullrich E., Kuijpers A., 1999. Case report: disseminated infection due to Chrysosporium queenslandicum in a garter snake (Thamnophis). Mycoses, vol. 42, pp. 107-110.

Wissman J.A., Parsons B., 1993. Dermatophytosis of green iguanas (Iguana iguana). J. Small Exotic Anim. Med., No. 2, pp. 133-136.

Zwart P., Verwer M.A., Devries F.A., Hermanides-Nijhof E.J., Devries H.W., 1973. Fungal infection of the eyes of the snake, Epicrates cenchria maurus: enucleation under halothane narcosis. J.Small Anim. Pract., vol.4, pp.773-779.

Summary

Vasiliev D.B., Manoyan M.G., Diaguiletz E.Yu. Cases of disseminated dermatomycoses in reptiles: problems of verification and therapy. The cases of disseminated dermatomycoses in lizards clinically identical to mycoses caused by CANV are analyzed. Methods of verification of diagnoses and aspects of therapy including treatment by terbinafin are discussed.


Особенности эндоскопического исследования желудочно-кишечного тракта у растительноядных ящериц

Д.Б. Васильев(а), О.А. Сурикова(б)
(а)Московский зоопарк, (б)Ветцентр «Группа СМАВЗ»


Эндоскопия сейчас широко применяется в практике с мелкими и экзотическими животными, особенно в ветеринарии птиц. В ранней герпетологической литературе в основном описывали удаление инородных тел из различных отделов ЖКТ рептилий с помощью гибких эндоскопов (Ackermann, Carpenter, 1995). В 90-х годах прошлого века появилось много публикаций, описывающих лапароскопию, бронхоскопию, эндоскопическую визуализацию почек и гонад, а также некоторые общие принципы эндоскопического исследования у рептилий (Divers, 1997; Divers,1998; Schildger, 1994, 1997; Schildger, Wicker, 1992; Сурикова и др., 2004). Использование гибких эндоскопов в практике с рептилиями пока не получило такого широкого распространения, как ригидная эндоскопия, и поэтому явилось предметом наших специальных исследований. Основные принципы эндоскопии ящериц разработаны нами на примере зеленых игуан.

Аппаратура

Для осмотра органов пищеварительного тракта игуан можно использовать фиброэндоскопы, диаметр дистального конца которых колеблется от 2,8 до 4,9 мм, длиной около 840 мм. Этим параметрам абсолютно соответствуют педиатрические модели фиброэндоскопов фирмы «Olympus» BF type XP40 и BF type P40, технические характеристики которых приведены в таблицах 1 и 2.

Таблица 1. Технические характеристики фиброэндоскопа BF type XP40.

Оптическая система

Угол обзора
Глубина обзора

120°
3~50 мм

Дистальный конец

Наружный диаметр

D 4,9 мм

Секция изгиба

Угол изгиба

вверх 180°, вниз 130°

Вводная трубка

Наружный диаметр

D 5,0 мм

Рабочая длина




550 мм

Общая длина




840 мм

Инструментальный канал

Внутренний диаметр

D 2,2 мм

Минимальное видимое расстояние

5 мм

Таблица 2. Технические характеристики фиброэндоскопа BF type P40.

Оптическая система

Угол обзора
Глубина обзора

90°
2~50 мм

Дистальный конец

Наружный диаметр

D 2,8 мм

Секция изгиба

Угол изгиба

вверх 180°, вниз 130°

Вводная трубка

Наружный диаметр

D 2,8 мм

Рабочая длина




600 мм

Общая длина




890 мм

Инструментальный канал

Внутренний диаметр

D 1,2 мм

Минимальное видимое расстояние

1,5 мм

Высокочастотная совместимость

нет

Наиболее оптимален с нашей точки зрения и удобен эндоскоп BF P40, т.к. при наружном диаметре 4,9 мм он имеет стандартный инструментальный канал 2,2 мм, который позволяет при исследовании и манипуляциях использовать полный стандартный набор инструментов (биопсийные цапки, щеточки для цитологии, электрокоагуляционные инструменты, иглы, канюли, баллоны-дилататоры и т.д.). Наличие тонкого инструментального канала у эндоскопа BF XP40 (1,2 мм) ограничивает применение манипуляторов только сверхтонкими форцептами для биопсии, а забираемый кусочек очень мал и не всегда информативен для верификации диагноза.
Для обеспечения подачи света используют различные источники. Обычные диагностические исследования проводятся источниками света с галогеновой лампой мощностью 150 Вт. Это могут быть осветители CLE-10 фирмы «Olympus». При использовании света других фирм-производителей применяют переходники-адаптеры.
Для кино-, фото-, видеосъемки или для передачи изображения на монитор необходимы более мощные световые пульты. Используют источники света типа CLV-440, имеющие ксеноновую лампу 300 Вт, позволяющую работать и с известными видеопринтерами OEP и цветными видеомониторами OEV203/143, фото- и кинокамерами через адаптеры.

Показания к эндоскопическим исследованиям.

Показаниями к проведению фиброэндоскопического исследования у игуан являются: отказ от пищи; язвенные поражения слизистой полости рта; эрозивно-язвенные поражения в области входа в отверстие клоаки; выделение крови из клоаки; жидкий стул; контакт с больным животным в анамнезе.

Подготовка к исследованию.

Эндоскопическое исследование желудочно-кишечного тракта является инвазивным инструментальным вмешательством и должно проводиться при соответствующих показаниях только после общего клинического обследования или, в экстренных случаях, по жизненным показаниям.
Эзофагогастродоуденоскопия не требует специальной подготовки и должна проводиться или натощак, или не ранее чем через 6-8 часов после последнего приема пищи, но в связи с тем, что у игуан пища в желудке может находиться до 12 часов, для получения полных данных обследования желательно выдержать этот интервал после приема пищи животным. В экстренных случаях возможно проведение исследования с желудочным содержимым или после промывания желудка холодной водой.
Ректо- и колоноскопия требует тщательного очищения толстого кишечника. Особой подготовки требует колоноскопия, поскольку наличие даже незначительного содержимого кишки загрязняет оптику и ограничивает исследование. Обычно при плановом обследовании накануне вечером животному выпаивают 5-10 мл/кг касторового масла и перед исследованием проводят промывание кишки через зонд холодной водой. Исследования проводят под общей анестезией мидазоламом (2-2,5 мг/кг), пропофолом (7-10 мг/кг) или кетамин-медетомидином (5-30 мг/кг и 100-300 мкг/кг соответственно). Для ослабленных ящериц предпочтительнее эндотрахеальный мононаркоз изофлураном (4-5 об% - индукция и 1-3 об% - поддержание анестезии).

Общие принципы эндоскопии верхних и нижних отделов ЖКТ ящериц.

· Осмотр органов возможен только применением метода ротации, использование метода "проталкивания" у этих деликатных животных недопустимо.
· Осмотр и оценка органов идет непосредственно при введении аппарата (а не на обратном пути, когда органы могут сместиться и быть переполнены воздухом).
· При инсуффляции даже небольшого избыточного количества воздуха необходимо использовать отсос и эвакуировать лишнее содержимое.
· Учитывая отсутствие диафрагмы, следует использовать приемы ручного пособия для дополнительной фиксации органов (желудка, кишки) в целях быстрого и успешного осуществления исследования.

Все перечисленное выше свидетельствует о необходимом участии двух ассистентов во время исследования.
Эзофагогастродуоденоскопия включает в себя осмотр органов верхнего отдела пищеварительного тракта - пищевода, желудка и, по возможности, двенадцатиперстной кишки.
Основные сложности при проведении этого исследования у игуан заключается в том, что внутренние органы у этих животных очень подвижны и занимают различное положение в зависимости от степени наполнения, в том числе и при растяжении их воздухом (см. рис. 1 А, Б).



Рисунок 1. Топография ЖКТ у голодной (А) и сытой (Б) игуаны.

Желудок у голодных ящериц расположен в левой половине брюшной полости, обычно прикрыт печенью и представляет собой относительно неширокую С-образную трубку, покрытую серозной оболочкой. При вздутии ободочной кишки происходит каудальное сдвигание желудка с его ротацией в сторону большой кривизны и подъемом пилоруса, который справа принимает более краниальную позицию, чем кардиальный сфинктер с левой стороны. При этом желудок смещается почти до входа в таз и лежит почти горизонтально на большой кривизне.



Рисунок 2. Строение толстого кишечника игуаны.

Строение ободочной кишки у игуан уникально. Сам илеоцекальный сфинктер выступает в просвет преддверия – первой изолированной камеры ободочной кишки, от которой вбок отходит крупная полость – слепокишечный вырост, не имеющий цекоколического сфинктра или перегородки, отделяющей его от преддверия. В нескольких сантиметрах дистальнее располагается циркулярная перегородка, также имеющая сфинктер и отделяющая преддверие от остальной части ободочной кишки. В проксимальном отделе собственно ободочной кишки, который у голодных игуан занимает почти горизонтальное положение, последовательно расположено 4-6 полулунных перегородок, следующих на расстоянии 1-2 см друг за другом (рис. 2). Их размер уменьшается в дистальном направлении. В процессе заполнения ободочной кишки происходит каудальная ротация илеоцекальной заслонки, отчего проксимальная кишка занимает вертикальное положение и соответствует восходящему колену. Поперечноободочный отдел имеет наибольший диаметр и гладкую стенку с редкими продольными складками, которые при вздутии кишки не определяются. Нисходящее колено ободочной кишки имеет наименьший диаметр и является наиболее мобильным. Спавшаяся кишка характеризуется «сложенным» нисходящим сегментом, который до перехода в прямую кишку имеет форму буквы V. При расправлении кишки этот сегмент также расправляется и занимает характерную позицию с правой стороны брюшной полости.
Эзофагоскопия. Техника проведения. Голову животного необходимо слегка запрокинуть назад, так как при этом максимально расслабляются мышцы шеи. Гортань у игуаны расположена на мышечной диафрагме полости рта, т.е. вынесена вперед, при этом хорошо видны смыкания и расслабления гортанной щели при вдохе и выдохе животного. Необходимо перед проведением исследования убедиться, что вход в дыхательное горло не перекрывается зевником или загубником, для которого обычно мы используем срезанную тубу шприца объемом 5мл. При проведении эндоскопа в ротовую полость необходимо помещать его по средней линии, чтобы избежать его контакта с острыми краями зубов, могущими повредить аппарат. Аппарат вводят под контролем зрения. В левую руку врач берет блок управления фиброскопа так, чтобы I, II и III пальцами он мог вращать рукоятки тяг, а тремя первыми пальцами правой руки удерживать дистальный конец фиброскопа в положении "писчего пера". Аспирация и подача воздуха осуществляется по мере необходимости помощником при помощи шприца Жанэ, который подключается к дополнительному каналу эндоскопа. С помощью рычагов управления конец аппарата слегка изгибают вниз, в таком положении вводят по средней линии в рот и проводят к глотке. При похождении глотки аппарат обычно упирается в слизистую оболочку, и возникает эффект "розового пятна", рассмотреть эту область возможно только на обратном пути при извлечении эндоскопа. Во время исследования отмечают перистальтику пищевода, цвет слизистой оболочки, наличие налета, экссудата, кровоточивости, эрозий, язв пищевода.
Нормальная эндоскопическая картина. В норме просвет пищевода имеет щелевидную форму. Во время эндоскопии при раздувании воздухом стенки пищевода расправляются, просвет зияет. В пищеводе отмечается наличие нескольких мощных физиологических сфинктеров, которые необходимы для продвижения пищи в горизонтальном положении. Слизистая оболочка пищевода бледно-розовая, тонкая, складки отсутствуют, в нижней трети расположены продольно. В каудальной грудной части объем складок увеличивается, и они формируют кардию в виде "розетки". В норме кардия сомкнута, при раскрытии кардиального сфинктера видна изломанная линия смыкания бледной серо-розовой слизистой оболочки пищевода с красной слизистой оболочкой желудка (рис. 3). У человека эта линия смыкания называется зубчатой линией ("Z - линия").
Гастродуоденоскопия дает возможность осмотра и оценки внешнего вида и характера изменений внутренней поверхности стенок желудка и двенадцатиперстной кишки.


<< предыдущая страница   следующая страница >>